小鼠尾静脉注射，是动物实验中非常重要的一项实验技术，在小鼠静脉给药等实验中发挥着无可替代的作用。但是小鼠尾静脉十分纤细，不易观察，注射操作难度很高，「是个技术活儿」。 通过小鼠尾静脉的解剖结构来定位理想穿刺点 「知己知彼，百战不殆」。 成功的尾静脉注射离不开对小鼠尾部解剖结构的深入理解。有研究通过鼠尾横断面连续切片，报道了鼠尾的详细解剖结构[1]，尽管研究使用的是大鼠而不是小鼠，但两者在尾部的解剖结构上十分相似，只是小鼠的尺寸更小。 从图1（左）中可以看到，鼠尾的血管主要由三条静脉（实心箭头）和一条中央动脉（空心箭头）组成，其余都是一些小的分支血管。中央动脉靠近腹侧，且位置较深，观察起来不容易，也不适用于穿刺。 背侧静脉和侧面的两条静脉位置较浅，都可以作为穿刺的候选。 其中，侧面的两条静脉相对背侧静脉更粗（尾部远端管腔内直径0.35 mm VS 0.18 mm），且走向更为清晰，通常作为穿刺的第一选择。简化的示意图1（右）可以帮助大家更好的理解小鼠尾部的解剖结构。 图1 不止是静脉的选择，鼠尾穿刺位置的选择也同样重要。穿刺位置的血管首先要足够粗，在此基础上，位置越浅，越容易穿刺成功，这点后续还会讲到。 从图1（左）中可以看到，近端的血管位置较深，远端的血管位置较浅，但血管的管腔内径并没有随着鼠尾的变细而成比例的变细。在鼠尾远端，血管仍保持较粗的管腔内径。这就为定位一个理想的穿刺点提供了可能。 因此，我们一般首选离鼠尾远端约1/3的位置的侧面静脉进行穿刺。 选择合适的注射器 小鼠尾静脉的结构，导致我们对注射器提出了更高的要求。 我们需要选择针头足够细又有一定长度的注射器。那么，到哪里去找到合适的注射器呢？注射器针头粗细规格表示方法为数字+Gauge（G）。数字越大，代表针头越细。 用于小鼠尾静脉的针头规格，最好在29G以上。目前，市面上容易买到的29G以上的注射器，主要是胰岛素注射器。其规格有29G，30G和32G。参数如表1。 但是32G的注射器针头长度太短，只有4 mm，并不方便操作，因此选择针头长度为8 mm和13 mm的30G和29G胰岛素注射器，是最为合适的。 注射前一个人可以用微型手电筒或LED小夜灯等紧贴尾静脉，在灯光的照射下，尾静脉会被很清晰的显示，此时，另一个人便进行注射操作。但该操作不易实现，需要多加练习，培养默契。 小鼠尾静脉注射的操作步骤： 1.首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，(可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做)首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来(中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴)。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约 3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2.固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃 的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。 3.注射前首先要让小鼠的血管充盈。可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。 4.小鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。一般要求进针部位靠近小鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以小鼠尾巴下三分之一的位置比较好。 5.最关键的就是进针了。进针时操作者左手食指和拇指固定住小鼠的尾巴，让小鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。针头和血管呈约30°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，左右轻轻晃动针头，确定针头在血管内，就可以推注药液了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头。
appps1转基因小鼠模型信息